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Biologie cellulaire, Cibles moléculaires et Thérapies innovantes

Objectif

L’équipe réunit des chercheurs spécialistes en biologie cellulaire et moléculaire, biochimie, physicochimie et pharmacologie. Les projets que nous développons allient recherche fondamentale et recherche translationnelle. Des études pointues en biochimie, biologie moléculaire et cellulaire sont réalisées en conjonction avec l’utilisation de modèles cellulaires et animaux afin de déchiffrer à l’échelle moléculaire, les processus biologiques mis en jeu dans différentes conditions physiologiques ou pathologiques.
Une partie importante de nos projets consiste à développer de nouvelles stratégies thérapeutiques à identifier de nouveaux biomarqueurs et de nouvelles cibles pour des maladies spécifiques grâce à une connaissance fine des processus cellulaires incluant l’expression génique (Biologie de l’ARN) et les cascades de signalisation. Les données obtenues à partir des études fondamentales seront utilisées pour mettre au point des thérapies innovantes incluant le design et la vectorisation d’agents thérapeutiques.

Nos principaux centres d’intérêt sont :
Le cancer, les maladies neurodégénératives et la biologie de la peau.

Les programmes de recherche sont organisés en 5 grands thèmes :
Signalisation cellulaire
Cibles pharmacologiques et biomarqueurs
Biologie de l’ARN et ARN thérapeutique
Thérapies innovantes et nanomédecine
Biologie de la peau

Thèmes principaux : Signalisation cellulaire et neurofibromatose, Mort cellulaire programmée et autophagie, microenvironnement cellulaire et cibles pharmacologiques, Métabolisme de l’ARN, Interactions ARN-protéine et régulation des gènes, Transfert d’acides nucléiques par des systèmes non-viraux.

Mots-clefs : Apoptose, Régulation génique, interactions ARN-protéines, Microenvironnement cellulaire, Neurorécepteurs, Thérapie cellulaire et génique, Vaccins à ARN, Bio-production d’ARN, Pigmentation, Vieillissement, Maladies neurodégénératives, Régénération tissulaire, Modèle de peau, Cancer, Méthodes physiques de thérapie.

Principales techniques

Expérimentation animale
• Entretien et élevage de lignées murines consanguines, congéniques, et transgéniques,
• Injection par voies sous cutanée, intrapéritonéale, intraveineuse, intracardiaque, intramusculaire, intramammaire, dans sinus rétroorbital
• Petite chirurgie sous anesthésique (dénervation, implantation orthotopique…) et prélèvements d’échantillons (sang, tissues/organes, tumeurs)
• Développement de modèles de pathologies cancéreuses (modèles xénogreffes, allogreffes, orthotopiques…), musculo-squelettiques (souris transgéniques, test d’efforts musculaires…), neuronales (souris transgéniques, modèles neurodégéneratifs et avec déficits cognitifs…)
• Imagerie optique (bioluminescente et fluorescente) et ultrasonore (échographie, doppler, photoacoustique)
• Modèles chez Drosophila melanogaster de maladies neurodégénératives et de tumeurs cérébrales

Biologie cellulaire :
• Culture de cellules de mammifères, de levures et de bactéries.
• Cultures et expérimentations avec taux d’oxygène contrôlé (normoxie, physioxie, hypoxie)
• Construction de modèles 3D d’organoïdes plus ou moins complexes
• Transfection cellulaire (ADN, ARNm, ARN interférents, leurres moléculaires)
• Microinjection
• Perméabilisation membranaire induite par des peptides fusiogènes
• Cytométrie en flux multifluorescences, immunomarquages, FISH, étude du cycle cellulaire, du flux calcique, analyses multiplexes
• Tri cellulaire multifluorescences et clonage cellulaire
• Microscopie confocale, imagerie spectrale, vidéomicroscopie statique et en flux
• Etudes de la dynamique cellulaire (angiogenèse, recrutement cellulaire, migration)
• Tests de viabilité cellulaire, d’entrée en apoptose.
• Etude de l’endocytose et du trafic intracellulaire,
• Evaluation de la pigmentation de la peau
• Evaluation du stress oxydant

Biologie moléculaire :
• Clonage, construction et préparation de plasmides, préparation d’ARN messager,
• Northern blot, hybridation in-situ
• PCR semi-quantitative et quantitative en temps réel
• Mutagenèse dirigée
• Génétique moléculaire de la levure Saccharomyces cerevisiae et apparentées
• Génétique de la Drosophile
• Microarrays (microRNAs, mRNAs)

Biochimie :
• Expression et purification de protéines recombinantes (cellules mammifères, levures, bactéries)
• Purification et caractérisation de protéines et glycoprotéines
• Gels SDS-PAGE, Western-blot, immunoprécipitations.
• Etude des interactions protéine-protéine par : double-hybride, co-purification, co-immunoprécipitation, Résonance Plasmonique de Surface, TAP-tag, immunoprecipitation de Chromatine et d’ARNm (ChIP et RIP)

Chimie :
• Synthèse de polymères
• Synthèse et chimie fine de l’ADN
• Préparation de liposomes
• Taille et potentiel zêta de complexes acides nucléiques/vecteurs synthétiques

Biophysique :
• Irradiation Ultraviolette (UVA, UVB, UVA+UVB)
• Spectroscopie de fluorescence
• Bioluminescence : mesure de l’expression de la luciférase
• BRET, FRET, TR-FRET, AlphaScreenTM : étude des interactions moléculaires (protéine/protéine, protéine/ligand, récepteur/messager) et de la transduction du signal

Principaux équipements

Biologie cellulaire
• Salles de cultures (pour cellules eucaryotes supérieurs et pour microbiologie) dont une de niveau P2
• Chambres d’hypoxie avec contrôle du taux d’oxygène (Proox Biospherix)
• Station d’hypoxie (HypoxiaStation,
• Equipements de reconstitution du flux sanguin
• Cytomètres en flux Fortessa X20 (4 lasers), LSR I (2 lasers) et FACSort (1 laser) de Becton Dickinson
• Trieurs de cellules Facs Aria III SORP (4 lasers), FACSVantage SE DIVA (3 lasers) de Becton Dickinson
Voir la page dédiée aux cytomètres en flux et aux trieurs de cellules

• Video-microscopes (Zeiss) Axiovert 200M et Axio Observer Z1 avec lampe à diode Colibri et Apotome + enceinte contrôlée des conditions de culture
Voir la page dédiée au video-microscope

• Microscope confocal (3 lasers) LSR510 META (Zeiss)
Voir la page dédiée au microscope confocale

• Station microscope/micromanipulateur pour la dissection de tétrades de levures (Singer MSM 300)

Biologie moléculaire
• PCR quantitative Light Cycler (Roche)
• PCR quantitative MyIQ (Bio-Rad)
• Droplet digitalTM PCR QX200 (Bio-Rad)

Biochimie
• Dissecteur de levures MSM System (Singer)
• Casseurs de cellules et broyeurs de tissus : Fast Prep FP120 (Bio101/Thermosavant) et Homogeneiser (Retsch)
• Appareil FPLC pour la purification de protéines : Akta Start (GE Healthcare)
• Biacore 3000 (GE Healthcare)
• Microspectrophotomètre UV-Visible NanoDrop One (Thermo Scientific)
• Lecteur de plaques en absorption, fluorescence, luminescence, fluorescence polarisée, fluorescence en temps retardé Victor 3V (Berthold)
• Lecteur de plaques en absorbance, fluorescence, luminescence avec injecteurs Mithras (Berthold)
• Lecteur de plaques pour la technique AlphaScreenTM EnSpire alph (Perkin Elmer)
• Imageur pour la chimioluminescence Syngene Pxi (Ozyme)
• Irradiateur UV (Bio Sun, Vilber Lourmat)
• ZetaSizer 3000 (Malvern)

Expérimentation animale
• Animaleries pour souris consanguines, congéniques et transgéniques
• Postes d’anesthésie gazeuse à l’isoflurane (Tem Cega)
• Micro-échographie, imagerie Doppler et imagerie photoacoustique (Vevo LAZR2, Visualsonics)

Membres de l’équipe

Responsables
PICHON Chantal coordinatrice de l’équipe, Professeur à l’Université d’Orléans   @
BENEDETTI Hélène co-coordinatrice de l’équipe, Directrice de recherche CNRS  @

Chercheurs et enseignants-chercheurs
BARIL Patrick Maître de conférences de l’Université d’Orléans     @
BENEDETTI Hélène Directrice de Recherche CNRS  @
BRULE-MORABITO Fabienne Maître de conférences de l’Université d’Orléans   @
CHARPENTIER Stéphane Maître de conférences de l’Université d’Orléans   @
DECOVILLE Martine Maître de conférences de l’université d’Orléans   @
DELALANDE Anthony Maître de conférences de l’Université d’Orléans @
GRILLON Catherine Chargée de recherche CNRS  @
KIEDA Claudine Directrice de recherche CNRS émérite   @
LEGRAND Alain Professeur de l’Université d’ Orléans  @
MALINGE Jean-Marc Chargé de recherche INSERM    @
MIDOUX Patrick Directeur de recherche INSERM@
MOLLET Lucile Maître de conférences de l’Université d’Orléans   @
MORISSET-LOPEZ Séverine Chargée de recherche CNRS@
MOSRIN-HUAMAN Christine Chargée de recherche CNRS   @
NORMAND Thierry Maître de conférences de l’Université d’Orléans   @
PERCHE Federico Chargé de recherche CNRS  @
PICHON Chantal Professeur de l’Université d’Orléans  @
RAHMOUNI Rachid Directeur de recherche CNRS  @
VALLEE Béatrice Chargée de Recherche CNRS   @

Ingénieurs et Techniciens
CLEMENCON Rudy Technicien CNRS @
DOUDEAU Michel Assistant ingénieur CNRS @
DUBOIS Martine Assistant ingénieur CNRS   @
FASANI Fabienne Assistant ingénieur CNRS @
GODIN Fabienne Ingénieur d’études CNRS   @
GONÇALVES Cristine Ingénieur d’études CNRS @
HERVOUET-COSTE Nadège Assistant ingénieur CNRS   @
LE DANTEC Aurélia Technicienne CNRS  @
MALARD Virginie Assistant ingénieur CNRS @

Doctorants
ABDALLAH Florence Doctorante @
BASTIE Colette Doctorante @
BERGOUD Mohammed Doctorant @
CASAS Geoffrey Doctorant @
ELLEUCH Fatma Doctorante @
HASSANALY Shalina Doctorante @
KLIMKIEWICZ Krzystof Doctorant @
EL HADDAD Saïd Doctorant   @
MOREAU Kévin Doctorant  @
SERRANO Amandine Doctorante   @
TEJCHMAN Anna Doctorante (Orléans - Cracovie) @
WANG Pinpin Doctorant@

Collaborations scientifiques
MIJOUIN Lily Chercheur associé@

Personnel sous contrat
BUSCO Giovanni Chercheur (CDD)   @
DUBUISSON Marine Assistant ingénieur (CDD),   @
GAO Haifei Chercheur (CDD)   @
GUILLEMAIN Anthony Ingénieur d’études (CDD)@
MAZE Claire Assistant ingénieur (CDD)@
PIGEON Lucie Ingénieur d’études(CDD)   @
PIVET Marine Chercheur (CDD)   @
SIMION Viorel Chercheur (CDD) @
SURAND Justine Assistant ingénieur (CDD)   @


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