Centre de biophysique moléculaire - UPR 4301

Objectif

• Trouver de nouveaux agents anticancéreux et concevoir des vecteurs moléculaires et cellulaires pour les délivrer aux cellules.
• Etudier les interactions protéine-protéine, rotéine-acides nucléiques impliquées dans le fonctionnement d’un gène suppresseur de tumeurs et la réparation des mésappariements de l’ADN induite par le cis-platine.
• Etudier les reconnaissances protéine-sucre pour un ciblage moléculaire et cellulaire des agents anticancéreux.
• Synthétiser par voie chimioenzymatique des glycopeptides et des glycoprotéines apparentés aux mucines pour une vaccination antitumorale.
• Développer des vecteurs chimiques pour le transfert d’acides nucléiques en thérapie génique.
• Développer les stratégies anti/pro angiogènes réparatrices/antitumorales.
• Utiliser les cellules souches endothéliales pour constituer des vecteurs cellulaires originaux d’agents anti-tumoraux.

  Principales techniques

• Culture de cellules (mammifères, insectes, levures, bactéries)
• Cytométrie en flux, immunomarquage, cycle cellulaire, flux calcique, viabilité cellulaire, apoptose…
• Microscopie confocale, imagerie spectrale, vidéomicroscopie statique et en flux
• Endocytose et trafic intracellulaire, perméabilisation membranaire induite par des peptides fusiogènes
• Transfection cellulaire (ADN, ARNm, oligonucléotides)
• Bioluminescence : mesure de l’expression de la luciférase
• Biologie moléculaire (clonage, construction de plasmides, préparation de plasmides et d’ARN messager), Northern blot, PCR classique et PCR quantitative en temps réel, Hybridation in-situ de fluorescence
• Hypoxie et contr⊚le
• Irradiation Ultraviolette (UVA, UVB, UVA+UVB)
• Expression et purification de protéines recombinantes (cellules mammifères, insectes, levures, bactéries)
• Mutagenèse dirigée
• Biochimie : purification de protéines, gels SDS-PAGE, Western-blot, immunoprécipitations.
• Purification et caractérisation de protéines et glycoprotéines
• Glycosylations chimioenzymatiques (synthèse d’oligosaccharides, de glycopeptides et de glycoprotéines)
• Analyse des glycanes
• Génétique de la levure Saccharomyces cerevisiae
• Etude des interactions protéine-protéine par : double-hybride, co-purification, co-immunoprécipitation, Résonance Plasmonique de Surface, TAP-tag.
• Microinjection
• Spectroscopie de fluorescence
• Préparation de liposomes
• Synthèse de polymères
• Taille et potentiel zêta de complexes acides nucléiques/vecteurs synthétiques

  Principaux équipements

• Salles de cultures (pour cellules eucaryotes supérieurs et pour microbiologie) dont une de niveau P2
• Cytomètres en flux FACSort et LSR (Becton Dickinson)
• Trieur de cellules FACSVantage SE DIVA (Becton Dickinson)

Voir la page dédiée au cytométre en flux et au trieur de cellules

• Video-microscope (Zeiss) Axiovert 200M avec lampe à diode Colibri et Apotome

Voir la page dédiée au video-microscope

• Equipement de reconstitution du flux sanguin
• Contrôleur de conditions de culture pour video microscopie
• Chambres d’hypoxie controlée (Proox Biospherix)
• Irradiateur UV Bio Sun (Vilber Lourmat)
• Microscope confocal LSR510 META (Zeiss)

Voir la page dédiée au microscope confocale

• Luminomètre (Berthold)
• ZetaSizer 3000 (Malvern)
• PCR quantitative Smart Cycler (Eurogentec)
• Lecteur de plaque (Victor) en absorption, fluorescence, luminescence (Bertold)
• Une station microscope/micromanipulateur (Singer MSM 300) pour la dissection de tétrades de levures
• Biacore 3000.
• FPLC
• Compteur à scintillation

  ---

  KIEDA Claudine Coordinatrice du département , Directrice de recherche CNRS       @